再生障碍性贫血.doc

再生障碍性贫血 一、前沿学术概述 传统观念认为，再生障碍性贫血（aplastic anemia，AA）（再障）是一组化学、物理、生物因素或原因不明所致的骨髓造血功能衰竭症。这是一个以形态学为基础的概念，诊断主要依据血象和骨髓象改变，是个综合征。既往根据“种子（造血干祖细胞）、土壤（造血微环境）、虫子（异常免疫）”假说和W/Wv、Sl/Sld动物模型及放化疗导致的造血功能衰竭现象，认为再障是一个异质性疾病，是综合征。该“综合征”涵盖了众多骨髓造血功能衰竭症，是多病共有的“症”，而非独立的疾病体系。目前国内外对再障的认识较传统观念有显著进步：①确定骨髓造血功能衰竭综合征不等同于AA，AA只是其中的一种；②明确了AA是T淋巴细胞功能亢进而介导的以造血器官——骨髓为靶器官的自身免疫性疾病；③免役抑制治疗可以治愈AA[1-3]。AA概念一旦被明确，不仅利于AA的正确诊断与治疗，而且使得AA发病机制研究及对其他骨髓造血功能衰竭症的认识均有极大帮助。 1 大量的研究结果均提示细胞免疫尤其是T淋巴细胞量和功能的变化在再障发病中起关键作用。 ① 再障患者的T淋巴细胞增多、T淋巴细胞亚型比例失常及功能亢进。 再障患者体内T淋巴细胞亚群比例失调，表达激活标志，如CD25、HLA-DR、CD56、CD57的T淋巴细胞显著高于对照，且骨髓中的比例高于外周血。免疫抑制治疗后，这些活化细胞数量下降。 ②致敏T淋巴细胞为寡克隆性。 如果认为再障是T淋巴细胞介导的以骨髓为靶器官的自身免疫性疾病，那么，在骨髓中应可以看到T淋巴细胞克隆性增生。用RT-PCR法检测发现AA患者Vβ基因中Vβ3、Vβ20、Vβ21、Vβ22表达率增高，且每例CDR3均有1－2个占优势的不同的J基因重组，表明AA患者的多克隆T淋巴细胞已被高度增生的寡克隆淋巴细胞代替。 ③再障患者T淋巴细胞和淋巴细胞因子的造血抑制与促造血细胞凋亡的作用。 免疫抑制治疗前AA的CD8+细胞可以抑制BFU-E、CFU-GM形成。AA患者T淋巴细胞在体外不经预先刺激即可自发分泌IFN-γ，刺激后分泌IFN-γ、TNF-α的T淋巴细胞较正常对照组增多，培养上清中的IFN-γ、TNF-α的水平也增高。重型再障（SAA）骨髓标本中可检测到IFN-γ mRNA，而健康对照、其它慢性贫血需经常输血者、化疗后全血细胞减少及MDS患者BMMNC均无IFN-γ mRNA表达。 IFN-γ、TNF-α均可以诱导CD34+细胞表达Fas抗原，其所介导的对骨髓造血细胞免疫攻击，不仅仅是简单的造血抑制作用，而且是对造血祖细胞的直接破坏。实际上，在再障患者的骨髓CD34+细胞也确实高表达Fas抗原。内生性造血抑制因子（如IFN-γ）在造血干祖细胞旁近作用时，很低水平就能够起到显著效应。 还有其他抑制因子亦起一定作用，如部分再障患者血清中有MIP-1α水平升高。 ④Th1/Th2失衡及DC1亚群失调 虽然过去长期认为CD8+淋巴细胞(CTL)在再障的发病中起重要作用，但近来研究提示CD4+细胞（Th细胞）也有着重要作用。 对AA患者骨髓细胞进行T细胞克隆培养，均为CD4+细胞，可抑制BFU-E、CFU-GM的形成，能直接攻击自身或异体的CD34+细胞。去除SAA患者BMMNC中的CD4+细胞，可以增加BFU-E、CFU-E及CFU-GM的集落形成。而且，在SAA患者HLA确定的易感基因也均是HLAII类分子，而HLAII类分子介导的是CD4+T淋巴细胞的活化。 AA患者外周血单个核细胞及骨髓中Th1细胞(CD4+IFN-γ＋细胞)数量增加，Th1/Th2显著升高。Th1细胞的效应细胞和效应因子——CD3+CD8+细胞、TNF-α均与网织红细胞、中性粒细胞绝对值呈负相关。Th1细胞则与TNF-α、CD3+CD8+细胞正相关，与网织红细胞（Ret）、中性粒细胞绝对值(ANC)负相关关系。而IL-4、Th1细胞/Th2细胞比值平衡与Ret、ANC呈正相关关系[4-6]。 SAA患者骨髓中不仅摄取、加工自身抗原的功能不成熟DC1——CD1a+CD11c+细胞增加了，同时有免疫原性的，可以充分激活Th0细胞向Th1细胞分化的成熟DC1——CD83+CD11c+细胞数量也在增加，而且成熟DC1增加得尤为显著，表明SAA患者骨髓中整个DC1细胞处于功能亢进状态，患者的免疫耐受已被打破。至恢复期，SAA患者的CD1a+CD11c+细胞、CD83+CD11c+细胞分别显著下降，CD83+CD11c+／CD1a+CD11c+比例平衡也开始恢复，与正常对照组已无统计学差异，表明恢复期SAA患者的免疫耐受在逐步建立[7]。 Th1细胞、CD3＋CD8+细胞是CD83+CD11c+细胞下游的效应细胞，研究发现，CD83+CD11c+细胞与Th1细胞、CD3＋CD8+细胞正相关，与Ret、ANC负相关，提示CD83+CD11c+细胞在SAA的发病中有重要作用。 ⑤CD28超家族共刺激分子及CD4+调节性T细胞（CD4+Treg） 那么，在AA中DC又是如何活化Th0细胞向Th1偏移而导致Th细胞失衡呢？ 研究发现，AA患者骨髓中CD28表达量(CD4+CD28+)、CD28+/CTLA-4+及CD28+/PD-1+细胞比值均显著增加；CTLA-4表达减少。AA患者骨髓CD4+T细胞表面ICOS表达量与对照组无明显变化，AA患者CD28+/CTLA-4+细胞、CD28+/PD-1+细胞比值较对照组明显升高，说明在AA发病期，正性调控共刺激分子表达增加，而负性调控共刺激因子表达未相应增加，正负性调控共刺激分子平衡失调，免疫平衡发生偏移，从而致异常免疫应答持续增强。Pearson直线相关分析进行研究发现：CD28+/CTLA-4+与Th1/Th2呈正相关关系。ANC与CD4+CD28+呈负相关，与CD4+CTLA-4+T细胞数呈正相关关系。 研究发现，AA患者骨髓CD4+CD25+Treg细胞、CD4+IL-10+细胞数较对照组无统计学差异，但CD4+TGF-β1+细胞较正常对照组有所减少，而免疫抑制治疗后恢复期CD4+CD25+Treg细胞、CD4+IL-10+细胞数显著增加。ICOS及PD-1的表达与CD4+CD25+Treg细胞数呈正相关关系，提示：①这两种共刺激分子可能与CD4+CD25+Treg抑制功能有关，②ICOS可能作为负调控因素参与AA发病。 从造血的微环境角度来看，发病期骨髓CD4+T细胞胞浆中各种细胞因子水平与对照组比较，IFN-γ+/IL-4+、IFN-γ+/TGF-β+及IFN-γ+/IL-10+细胞比值较对照组明显增加，提示AA发病期细胞因子格局向Th1型偏移。至恢复期，IFN-γ+/IL-4+、IFN-γ+/TGF-β+及IFN-γ+/IL-10+比值较发病期明显下降，与对照组无统计学差异，表明AA经IST进入恢复期后，Th1型细胞因子分泌下降，细胞因子分泌格局向Th2型和Treg转化[8]。 综上，AA免疫发病机制可总结为：在抗原刺激下，使DC细胞功能亢进，CD4T细胞激活性共刺激分子增高，调节性共刺激分子及细胞下降导致免疫格局向Th1偏移，细胞免疫激活，引起造血功能衰竭。 2如何治疗难治性SAA 对于ATG治疗后难治性的SAA目前尚无统一的治疗方案。 儿童和成人患者分别在1疗程或2疗程ATG免疫抑制治疗后施行异基因造血干细胞移植[9]。年轻患者移植后存活率达70%左右，但对岁数偏高患者来说，仍是一个挑战。从获得临床资料看，异基因造血干细胞移植总体数量较少，随访时间亦不够长，预处理方案也还在进一步完善中。 第2疗程的ATG治疗，有效率在22%至64%，与各家的病例选择和治疗的年代不同有关（支持治疗条件不一致）。意大利报告的有效率达77%，而NIH的结果仅30%左右，发生区别的主要原因之一就是NIH的难治性AA标准严于意大利[10]。前1疗程免疫抑制治疗部分有效患者可能对第3疗程治疗起反应。50%患者对高剂量CTX起反应[11]。 其他如抗CD52单抗、氟达拉滨、雷帕霉素等有治疗成功的报道，但尚在临床探索中。 3无关供者骨髓移植治疗SAA现状 无关供者异基因骨髓移植适用于没有HLA相合同胞供者，且免疫抑制治疗失败的SAA患者。根据既往大系列的回顾性分析，由于移植物排斥、GVHD和感染，上世纪90年代前无关供者异基因骨髓移植的SAA长期存活率约为30%～40%。但目前随着：①预处理方案改进，避免全剂量放疗，使用低强度预处理；②DNA高分辨技术应用，供受体相合度更高（包括HLA-C位点相合）；③支持治疗持续进步；无关供体骨髓生存率已达70%左右。 参考文献 1. 邵宗鸿,杨天楹. 重视原发性造血功能衰竭症的鉴别. 中华血液学杂志 2001, 22：509-510. 2. 何广胜, 邵宗鸿, 刘鸿等. 50例长期存活的重型再生障碍性贫血患者的随访. 中华血液学杂志, 2002, 23: 229-232. 3. Young NS, Calado RT, Scheinberg P. Current concepts in the pathophysiology and treatment of aplastic anemia. Blood, 2006, 108:2509-2519. 4. 何广胜,邵宗鸿, 和虹等. 重型再生障碍性贫血骨髓中Th细胞亚群数量及功能的变化. 中华血液学杂志, 2004,25:613-616. 5. Dufour C, Corcione A, Svahn J, et al. Interferon gamma and tumour necrosis factor alpha are overexpressed in bone marrow T lymphocytes from paediatric patients with aplastic anaemia. Br J Haematol 2001,115: 1023-1031. 6. Sloand E, Kim S, Maciejewski JP, et al. Intracellular interferon-gamma in circulating and marrow T cells detected by flow cytometry and the response to immunosuppressive therapy in patients with aplastic anemia. Blood, 2002,100: 1185-1191. 7. 何广胜,邵宗鸿, 和虹等. 重型再生障碍性贫血患者骨髓Ⅰ型树突状细胞亚群的变化. 中华血液学杂志, 2004,25:649-652. 8. Guangsheng He, Lin Zhou, Depei Wu, et al. CD4+ Treg in immune pathophysiology of aplastic anemia. Blood, 2006, 108: 16b. 9. Bacigalupo A, Locatelli F, Lanino E, et al. Fludarabine, cyclophosphamide and anti-thymocyte globulin for alternative donor transplantations in acquired severe aplastic anemia: a report from the EBMT-SAA Working Party. BMT, 2005, 36: 947-950. 10. Scheinberg P, Nunez O, Young NS. Retreatment with rabbit anti-thymocyte globulin and ciclosporin for patients with relapsed or